Abstract
La compréhension et l’évaluation précise du niveau de douleur sont des facteurs clés dans la thérapie de réadaptation. La douleur est une expérience complexe et subjective qui est affectée par l’émotion et les conditions de santé d’un individu. Diverses méthodes ont été développées pour l’évaluation quantitative du niveau de douleur ; cependant, ces méthodes présentent plusieurs inconvénients. Dans ce travail, nous avons développé un dispositif de mesure de la douleur pour l’évaluation quantitative de la douleur. Le système se compose de deux parties, un composant pour la stimulation électrique et un dolorimètre à pression, pour l’application de deux contraintes différentes. En ce qui concerne la stimulation électrique, le degré de douleur est évalué par le courant appliqué. La résistance de la peau a également été analysée par l’application du courant afin d’éliminer les effets causés par les conditions de la peau. La stimulation électrique n’a pas induit de changements histologiques ou d’inflammation dans les tissus. En utilisant le dolorimètre à pression, le niveau de douleur a été évalué en fonction du degré d’inflammation. Ce système pourrait être utilisé pour l’évaluation quantitative de la douleur induite par l’inflammation, les blessures et d’autres facteurs. Le système décrit étant le premier de son genre, de nombreux problèmes restent à résoudre. Cependant, avec un développement continu, notre système pourrait fournir une évaluation plus précise de la douleur en éliminant les effets de l’état de la peau et par une validation croisée.
1. Introduction
L’évaluation de l’échelle de douleur d’un patient est une question importante pendant la réadaptation. Cependant, la mesure de la douleur est difficile car il s’agit d’une sensation complexe associée aux caractéristiques et à l’expérience personnelles . Diverses méthodes ont été développées pour évaluer l’échelle de la douleur, notamment l’échelle visuelle analogique (VAS), l’échelle d’évaluation numérique (NRS), l’échelle d’évaluation verbale (VRS), l’échelle d’évaluation de la douleur de FACES (FPRS) et le questionnaire de la douleur de McGill (MPQ) . Parmi ces échelles, l’EVA et la FPRS ont été principalement utilisées en milieu clinique. L’EVA est conçue comme une ligne droite de longueur fixe, 10 centimètres. Les extrémités sont définies comme les limites extrêmes du paramètre à mesurer, orientées de « aucune douleur » à « la pire douleur imaginable ». Les patients marquent sur la ligne correspondant à l’intensité de la douleur qu’ils ressentent actuellement. Le NRS demande aux patients de choisir un chiffre de 0 à 10 qui décrit le mieux l’intensité de leur douleur actuelle. 0 signifie « aucune douleur » et 10 signifie « la pire douleur possible ». Le VRS est une méthode d’évaluation de la douleur qui s’exprime en mots plutôt qu’en chiffres. Les patients choisissent une phrase telle que « aucune douleur », « douleur modérée », « douleur sévère », « douleur très sévère » et « pire douleur possible » pour décrire leur sensation de douleur. Le FPRS est une échelle de douleur en six points avec six visages différents qui représentent des niveaux de douleur croissants. On demande aux patients de choisir l’expression qui caractérise le mieux l’intensité de la douleur, de « aucune douleur » à « douleur intense ». Toutes ces méthodes sont subjectives et dépendent de l’expérience et des émotions personnelles. Par conséquent, il existe des variations individuelles considérables dans la douleur évaluée qui entraînent une évaluation quantitative difficile.
Récemment, une méthode quantitative d’évaluation de la douleur utilisant la stimulation électrique a été introduite . Les appareils PainVision™ mesurent le seuil de perception et la douleur produite par un courant électrique. Ce système quantifie l’intensité de la douleur en comparant la douleur ressentie avec l’intensité des perceptions électriques. Le seuil de perception indique le courant électrique minimal perçu par l’individu, et la douleur produite est définie comme le courant électrique maximal perçu par l’individu. Cependant, la résistance de la peau d’un individu peut affecter le résultat de la mesure électrique.
Les facteurs les plus importants dans le développement d’un dispositif de mesure de la douleur sont l’objectivité, la précision et l’évaluation quantitative. PainVision est un système qui permet aux patients d’effectuer des mesures indépendamment de la résistance de la peau. La résistance de la peau varie en fonction de l’état et de l’environnement du patient. Il est difficile d’expliquer la corrélation avec les mesures précédentes si la douleur est mesurée en négligeant la résistance de la peau. Mais, notre système mesure à partir de la résistance cutanée du patient avant de mesurer la douleur.
Après avoir déterminé la valeur de base de la résistance cutanée du patient, la douleur est mesurée. C’est-à-dire que la valeur de résistance cutanée est une norme. Lorsque la valeur de référence est préparée, une description de la corrélation des valeurs de douleur mesurées avant et après la mesure de la douleur devient possible.
Dans ce travail, nous avons développé un dispositif de mesure de la douleur qui a deux méthodes d’analyse, la stimulation électrique et l’application d’une pression, pour une évaluation de validation croisée plus précise. Pendant la stimulation électrique, un stress électrique est appliqué sur un site non douloureux, puis le stress observé peut être comparé à la douleur. Les tissus stressés électriquement ont été examinés histologiquement afin de déterminer si la stimulation électrique a causé des dommages aux tissus. Lors de l’évaluation de la pression, la douleur a été évaluée en appliquant une pression sur le site de la douleur. L’inflammation a été induite sur la patte arrière du rat par le carraghénane, puis la patte arrière enflammée a été stimulée par un stimulateur de pression manuel. Le site de pression a ensuite été comparé aux niveaux d’inflammation.
2. Matériel et méthodes
2.1. Principe et composants du dispositif de mesure de la douleur
Le dispositif de mesure de la douleur a été développé pour une analyse quantitative de la douleur. Le dispositif est composé de deux parties principales, dont un composant pour la stimulation électrique et un dolorimètre à pression, comme le montre la figure 1. La stimulation peut être appliquée séparément à l’individu, soit électriquement, soit par pression. En comparant la réponse à la stimulation électrique et à la pression, on pouvait obtenir des résultats plus précis. Lors de la stimulation électrique, la douleur ressentie par les patients est substituée à la stimulation électrique ; à savoir, la valeur du courant appliqué est traduite en une valeur de douleur ressentie ou vécue. De plus, en évaluant la stimulation électrique et la résistance de la peau en même temps, nous espérons évaluer objectivement la douleur malgré des conditions variables telles que des changements au niveau de la peau et du corps, des conditions météorologiques ou environnementales. Tout en utilisant le dolorimètre à pression, la pression est appliquée directement sur le site de la douleur et l’apparition de la douleur est mesurée par la quantité de pression.
Le dispositif de mesure de la douleur utilise cinq boutons dont le bouton d’alimentation, ES (stimulation électrique), PS (stimulation par pression), EB (bouton d’urgence) et SS (interrupteur d’arrêt). ES et PS sont utilisés pour appliquer une stimulation électrique et de pression à l’individu. EB est un bouton d’arrêt d’urgence disponible en cas d’urgence, et SS est un bouton utilisé à la fin des mesures de la douleur. Le composant de stimulation électrique a été connecté à deux électrodes pour mesurer le courant perçu (50 Hz, largeur d’impulsion 0,3 ms) et le seuil de douleur. Les deux électrodes sont placées sur un site plat, comme le flanc d’un animal ou l’avant-bras médian d’un humain. Le système de stimulation électrique fournit le même niveau de stimulation et la même intensité de stimulus que la douleur ; la fibre Ad conduit principalement le signal de la douleur (signal électrique). Le dolorimètre à pression est connecté à un capteur de pression à pointe d’un stimulateur manuel. L’interrupteur d’arrêt était poussé lorsque le participant ressentait une douleur.
2.2. Préparation du modèle animal
Des rats Sprague-Dawley mâles adultes (Raon Bio. Inc., Yongin, Corée) pesant 250-350 g et âgés de 49-56 jours ont été maintenus sous un cycle de 12 h de lumière/12 h d’obscurité (lumières à 06:00 h) à 24 ± 0,5°C dans une installation centrale de soins des animaux. De l’eau et de la nourriture pour rats ont été fournies ad libitum jusqu’au début des expériences. Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvées par le comité des expériences sur les animaux de la faculté de médecine de l’université Kyung Hee (KHUASP(SE)-15-084), et ont été traitées en stricte conformité avec le guide des Instituts nationaux de la santé pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire.
2.3. Examen histologique
Les rats ont été soit stimulés électriquement, soit traités avec du carraghénane pour induire la douleur. Les réponses inflammatoires induites par les deux différents traitements ont été comparées par une évaluation histologique. Les rats ont été perfusés par voie intracardiaque avec du PBS froid contenant de l’héparine (0,2 U/ml) et du paraformaldéhyde à 4%, puis stockés dans du paraformaldéhyde à 4%. Les tissus stressés résultant de la stimulation électrique et de la carragénine ont été coupés en deux et placés dans des cassettes d’inclusion. Chaque échantillon a été enrobé dans de la cire de paraffine, puis sectionné en échantillons de 5 μm d’épaisseur à l’aide d’un microtome rotatif (HM340E, Microm, Walldorf, Allemagne). L’échantillon sectionné a été coloré à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E), puis analysé sous un microscope de recherche inversé Nikon Ti-E et un appareil photo numérique Nikon Ds-Ri1 contrôlé par le logiciel Nis-Elements (Br) (Nikon Inc., Kawasaki, Japon).
2.4. Coloration par immunofluorescence
Les effets de la stimulation électrique sur l’inflammation et l’apoptose des tissus ont été étudiés par immunofluorescence. Le tissu du flanc des rats stimulés électriquement a été enrobé dans de la paraffine et sectionné en échantillons de 4 μm d’épaisseur. Pour la récupération de l’antigène, les sections de tissus ont été chauffées dans un tampon TRS pendant environ dix minutes, puis lavées à l’eau distillée trois fois. Les échantillons ont été traités avec du H2O2 à 0,03 % pour inhiber l’activité peroxydase endogène, puis lavés avec une solution PBS. Ensuite, les échantillons ont été perméabilisés avec 0,5% de Triton X-100 dans du PBS pendant dix minutes à température ambiante et bloqués avec 5% d’albumine de sérum de chèvre et 1% d’albumine de sérum bovin dans du PBS pendant une heure. Les échantillons ont été lavés avec du PBS deux fois pendant dix minutes chacun. Les échantillons ont été incubés pendant une nuit à 4°C avec un anticorps primaire, soit COX2 (dilué 1 : 1000) ou caspase-3 (dilué 1 : 1000), dilué dans de l’albumine de sérum bovin à 1% dans du PBS. Les échantillons ont été lavés quatre fois avec du PBS, puis incubés dans l’ordre chronologique avec un anticorps secondaire (souris et lapin, Alexa Fluor 2nd ab, 1 : 500) dilué dans 1% de BSA dans du PBS à température ambiante dans l’obscurité pendant deux heures. Enfin, les échantillons ont été lavés deux fois avec du PBS pendant deux minutes, puis recouverts de milieu de montage contenant du DAPI. Les images ont été acquises à l’aide d’un microscope Zeiss Axiovert (Zeiss, Allemagne) et du système d’analyse Axiovision Rel. 4.5 (Zeiss, Allemagne).
3. Résultats et discussion
3.1. Schéma de mesure de la douleur
Pour la stimulation électrique, les rats ont été anesthésiés par injection intrapéritonéale en utilisant de l’hydrate de chloral (300 mg/kg), et les poils du rat ont été retirés. L’électrode ECG a été fixée sur le flanc droit du rat pour la stimulation électrique, comme le montre la figure 2(a). La stimulation électrique a été appliquée au flanc gauche du rat. La tension appliquée a été progressivement augmentée de 0 à 50 V. La valeur du courant mesurée chez chaque rat était comprise entre 12,5 et 92 μA, comme le montre la figure 2(b). Le comportement de réponse du rat n’a pas été observé car la stimulation électrique a été réalisée sous anesthésie. Cependant, nous nous attendons à ce que la stimulation puisse toujours être mesurée indépendamment de l’état physique ou cutané en identifiant la tension, le courant et la résistance liés aux facteurs physiologiques du rat.
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Dans le test du dolorimètre à pression, le rat a été placé dans une chambre de contention sans anesthésiant, comme le montre la figure 2(c). L’inflammation a été induite par une injection de carraghénane dans la patte arrière droite. Le carraghénane a été utilisé pour confirmer la douleur nociceptive. L’équipement que nous avons construit a également été conçu pour identifier en premier lieu la douleur nociceptive. Les niveaux d’inflammation ont été contrôlés par la quantité de carraghénane, qui a été augmentée de 100 à 200 μl d’une solution à 1 % (p/v). 100 μl de solution saline ont été injectés sur la région intraplantaire de la patte arrière gauche comme contrôle. La patte arrière droite enflammée a été stimulée par un stimulateur de pression de type manuel, comme indiqué sur la figure S1. Le rat a répondu à la stimulation par pression. Notre hypothèse est que le seuil de la réponse à la pression chez le rat dépend du degré d’inflammation. L’expression de l’inflammation dans la patte arrière du rat imite les niveaux de la maladie dans la pratique clinique. Les augmentations du volume et de la taille de la patte arrière en fonction de l’inflammation ont été mesurées à chaque point de temps après l’injection de carraghénane. Les volumes des pattes arrière ont été mesurés par pléthysmométrie (modèle 7140, Ugo Basile, Italie), et des pieds à coulisse (modèle CD-6P ; Mitutoyo, Tokyo, Japon) ont été utilisés pour mesurer la largeur et l’épaisseur des pattes de chaque rat. La stimulation par pression a été appliquée lorsque l’expression de l’inflammation a atteint son maximum. La réponse du rat a été observée en augmentant le niveau de pression, et le seuil de pression a été comparé au degré d’inflammation.
3.2. Stimulation électrique
Afin de vérifier que la stimulation électrique appliquée n’induisait que de la douleur sans dommage pour le rat, les tissus stimulés ont été examinés en termes d’histologie et d’inflammation. La figure 3 montre les images macroscopiques de tissus colorés au H&E qui ont été stimulés électriquement en augmentant la tension de 0 à 50 V. Un groupe de tissus a été coloré immédiatement après la stimulation électrique (colonne de gauche), et l’autre groupe a été coloré un jour après la stimulation (colonne de droite).
Le groupe témoin a présenté un tissu de flanc normal. Aucune différence n’a été observée dans les tissus stressés électriquement par rapport au tissu témoin, même si la tension a augmenté à 50 V. Aucune anomalie n’a été observée 24 heures après la stimulation électrique. Les effets inflammatoires et apoptotiques de la stimulation électrique ont été examinés par double immunofluorescence pour la caspase-3 et la COX-2. La figure 4 montre les résultats de la double coloration par immunofluorescence pour les tissus normaux (non stimulés) et stimulés (à 10 et 50 V). Il n’y a pas eu d’expression d’inflammation ou d’apoptose dans les tissus immédiatement après la stimulation électrique ou après un jour, ce qui confirme que la stimulation électrique a seulement provoqué une douleur et n’a pas induit de dommages tissulaires.
3.3. Dolorimètre à pression
La patte arrière droite du rat a été traitée par la carraghénane pour induire une inflammation, et la patte arrière a été photographiée à partir de vues supérieures et latérales, comme le montre la figure 5. Un groupe n’a pas été traité par la carraghénane comme contrôle, et l’autre a été traité par une solution saline comme contrôle négatif (Figure 5(a)). Du carraghénane à 1 % a été injecté en quantités variables de 100 μl, 150 μl et 200 μl. Les symptômes inflammatoires d’œdème et de rougeur ont été observés dans toutes les pattes arrière traitées par la carragénine, tandis que les groupes témoin et traité par une solution saline n’ont présenté aucun symptôme. L’effet inflammatoire de la carraghénane a été clairement révélé par la coloration H&E. Comme le montre la figure 5(b), les groupes témoins et traités par une solution saline présentaient un état tissulaire sain. Cependant, l’accumulation de cellules inflammatoires infiltrées a été observée dans tous les groupes traités par la carragénine, comme indiqué par les flèches. L’image de droite est une patte arrière droite d’un rat utilisé pour le contrôle, la solution saline et la carragénine, et l’image de gauche est une patte arrière gauche du rat dans la figure 5(b).
Pendant la progression de l’inflammation, le volume et la taille (largeur × hauteur) de la patte arrière ont été mesurés à l’aide d’une pléthysmométrie et d’un pied à coulisse. La mesure a été effectuée immédiatement après l’injection de solution saline et de carraghénane, puis poursuivie pendant huit heures. Dans tous les groupes traités à la carraghénane, le volume et la taille des pattes arrière ont progressivement augmenté avec le temps jusqu’à 6 heures ; toutefois, l’œdème a diminué avec le temps (figures 6(a) et 6(b)). Le groupe témoin et le groupe traité par une solution saline n’ont présenté aucune modification du volume et de la taille. Après avoir mesuré l’œdème (figures 6(a) et 6(b)) en fonction de la concentration de l’injection de carraghénane, nous avons confirmé l’aspect d’action du rat (pression) dans l’état maximal de l’œdème 6 h après l’injection de carraghénane (figure 6(c)). Cette mesure a été effectuée pour recueillir diverses informations sur l’état d’inflammation clinique. Dans les groupes témoin et salin, les résultats du test de pression n’ont montré aucun changement significatif. Dans le groupe œdème de la patte induit par la carragénine, nous avons pu distinguer des différences dans les valeurs de pression en fonction de l’inflammation observée. Ces résultats indiquent que nous avons pu déterminer le degré de douleur en fonction des différents niveaux d’inflammation. Dans cette étude, le carraghénane a été utilisé pour évaluer l’inflammation aiguë ; l’évaluation de l’inflammation chronique sera évaluée à l’aide de l’adjuvant complet de Freund.
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4. Conclusions
Nous avons développé un système de mesure de la douleur pour une évaluation objective et quantitative de la douleur. Pour la validation croisée, le système comprenait à la fois des composantes de stimulation électrique et de pression. Avant d’appliquer ce système dans un cadre clinique, la sécurité et la fiabilité du système ont été confirmées en utilisant un modèle animal. La stimulation électrique n’a causé aucun dommage, notamment une inflammation et une apoptose des tissus. Lors du test de pression, les valeurs de pression mesurées dépendaient du degré d’inflammation. Notre système de mesure de la douleur nécessite un temps de mesure court et n’a pas induit d’inflammation lorsqu’il a été appliqué sur des tissus de rat. À l’heure actuelle, notre recherche et développement est terminée et prête à être commercialisée. La partie la plus utilisée sera la douleur nociceptive. Elle est utilisée dans le service de médecine de réadaptation, et la douleur neurochirurgicale (douleur neuropathique) sera appliquée à l’avenir. Bien que de nombreux défis restent à relever, ce système de mesure de la douleur peut offrir des opportunités passionnantes pour le diagnostic et le traitement de diverses maladies.
Conflits d’intérêts
Les auteurs déclarent ne pas avoir de conflits d’intérêts.
Remerciements
Cette recherche a été soutenue par le « Programme de développement de la technologie de convergence logicielle », par le biais du ministère de la Science, des TIC et de la planification future (ITAS0177160110290001000200200) et le ministère du Commerce, de l’Industrie et de l’Énergie (MOTIE), Corée, par le biais du Programme d’éducation pour la convergence créative et industrielle (Grant no. N0000717) et la subvention de la Fondation nationale de la recherche de Corée (NRF) financée par le ministère de l’Éducation, de la Science et de la Technologie du gouvernement coréen (no 2011-0030072).
Matériaux supplémentaires
Les données supplémentaires associées à cet article se trouvent dans la version en ligne. Figure S1 : le dolorimètre à pression de type manuel avec le capteur de pression et les composants d’affichage. Figure S2 : une image montrant l’évolution temporelle de l’œdème de la patte induit par le carraghénane après un volume d’injection de 100 μl. Figure S3 : une image montrant l’évolution temporelle de l’œdème de la patte induit par la carragénine après un volume d’injection de 150 μl. Figure S4 : une image montrant l’évolution temporelle de l’œdème de la patte induit par la carragénine après un volume d’injection de 200 μl. (Matériaux supplémentaires)